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¿Cómo sale un profago del genoma de la célula huésped?


Entiendo que, a diferencia de un profago, un provirus nunca abandona el genoma, pero no entiendo cómo "se va" el profago.


Esto se explica razonablemente bien en la entrada de Wikipedia para el fago λ, que es el prototipo del fago lisogénico. Básicamente, la integración se produce por recombinación específica del sitio entre los attP región en el genoma del fago y el attB región en el genoma del huésped. Esto significa que en la forma de profago, el ADN del fago está flanqueado por repeticiones directas. La escisión implica el proceso inverso: la recombinación entre estas repeticiones directas. La escisión es promovida por las proteínas Xis e Int codificadas por fagos en combinación con la proteína huésped Ihf. La cascada reguladora que vincula el estrés celular con este evento de recombinación se detalla en la página vinculada.


Diferentes hosts y sus virus

Los virus suelen ser muy específicos en cuanto a qué huéspedes y qué células dentro del huésped van a infectar. Esta característica de un virus lo hace específico para una o unas pocas especies de vida en la tierra. Existen tantos tipos diferentes de virus que casi todos los organismos vivos tienen su propio conjunto de virus que intentan infectar sus células. Incluso las células más pequeñas y simples, las bacterias procariotas, pueden ser atacadas por tipos específicos de virus.

Figura ( PageIndex <1> ): Bacteriófago: Esta micrografía electrónica de transmisión muestra bacteriófagos adheridos a una célula bacteriana.


Ciclo lisogénico

El ciclo lisogénico es un método mediante el cual un virus puede replicar su ADN utilizando una célula huésped. Normalmente, los virus pueden experimentar dos tipos de replicación del ADN: el ciclo lisogénico o el ciclo lítico. En el ciclo lisogénico, el ADN solo se replica, no se traduce en proteínas. En el ciclo lítico, el ADN se multiplica muchas veces y las proteínas se forman mediante procesos robados a las bacterias. Si bien el ciclo lisogénico a veces puede ocurrir en eucariotas, los procariotas o las bacterias son ejemplos mucho mejor entendidos.

Un bacteriófago o virus bacteriano inyecta su ADN en la bacteria. Luego, el ADN se replica cuando las bacterias se someten a división celular. Debido a que todo el ADN está hecho de las mismas moléculas de base, y el ADN viral no es una excepción, la misma reacción química que replica el ADN bacteriano puede replicar el ADN viral. Dado que estos procesos ya están sucediendo en las bacterias, se puede pensar en el ciclo lisogénico como el virus que se suma a los esfuerzos que ya están realizando las bacterias. Por lo general, la bacteria no se ve afectada por este proceso porque la cantidad de ADN viral producido es pequeña y la maquinaria bacteriana no ha sido secuestrada por el virus, como en el ciclo lítico.

De esta manera, sin ningún esfuerzo propio, el virus puede replicar su ADN a través del ciclo lisogénico, o la replicación continua del ADN viral a través de la división bacteriana. Cuando las condiciones son adecuadas, el ADN viral se inducirá y el ADN cambiará al ciclo lítico, en el que el ADN se transcribe activamente y se traduce en capas de proteínas que pueden albergar ADN viral fuera de la célula. En cierto punto, las bacterias infectadas estarán llenas de virus, cada uno de ellos encapsulado en una proteína de la cápside viral. La célula se lisará o estallará y los virus se liberarán al medio ambiente, capaces de infectar otras bacterias.

Una vez que una nueva cápside, que contiene ADN viral, llega a una bacteria, el proceso comienza de nuevo. Si las condiciones ya no son las adecuadas para el ciclo lítico, se reanuda el ciclo lisogénico. No se producen cápsides, pero el ADN se replica cuando las bacterias se replican. Para un observador, el virus parecería estar inactivo o las bacterias no estarían infectadas. Simplemente replicar el ADN en el ciclo lisogénico no es suficiente para matar o dañar las bacterias. De esta forma, luce saludable. Una vez que las condiciones se vuelven favorables para que el virus abandone la bacteria, saldrá del ciclo lisogénico y entrará en el ciclo lítico.

Pasos del ciclo lisogénico

Paso 1: Un virus bacteriófago infecta una bacteria al inyectar su ADN en el citoplasma bacteriano, o espacio líquido dentro de la pared celular.

Paso 2: El ADN viral es leído y replicado por las mismas proteínas bacterianas que replican el ADN bacteriano.

  • Bacteriófago - Un virus que infecta a las bacterias, también conocido simplemente como fagos.
  • Ciclo lítico - Uno de los dos métodos de reproducción viral, en el que se replica el ADN y se fabrican cajas de cápside para transportarlo.
  • Inducción - El proceso por el cual el ADN viral pasa del ciclo lisogénico al ciclo lítico.
  • Proteína de la cápside viral - Una proteína, traducida por mecanismos bacterianos del ADN viral, destinada a encapsular el ADN viral y protegerlo del medio ambiente mientras proporciona un mecanismo de entrega al siguiente huésped.

1. Un virus eucariota, como el que puede infectar a los seres humanos, normalmente prolifera mediante el uso de la maquinaria celular del huésped que infecta para producir más ADN del virus, cada uno contenido en una cápside. Rara vez el virus solo replica su ADN y no produce una cápside. ¿Qué ciclo de reproducción viral muestran más los virus eucariotas?
UNA. Ciclo lisogénico
B. Ciclo bacteriofágico
C. Ciclo lítico

2. El virus que causa la fiebre del dengue, una enfermedad tropical que se encuentra en áreas con gran cantidad de mosquitos, se transfiere de persona a persona a través de mosquitos. En las células humanas, el virus se multiplica, se encapsula en cápsides y estalla de las células al torrente sanguíneo. Luego, el mosquito recoge estas cápsides, donde infectan algunas de las células del mosquito. El virus del dengue, después de multiplicarse, encapsularse y llegar a la glándula salival del mosquito, se deposita en el siguiente ser humano que será picado por ese mosquito. ¿Cual es verdad?
UNA. El virus del dengue atraviesa tanto el ciclo lisogénico como el lítico.
B. El virus del dengue pasa por el ciclo lítico.
C. El virus del dengue pasa por el ciclo lisogénico.

3. ¿Cuál es la principal diferencia entre el ciclo lisogénico y el ciclo lítico?
UNA. El hecho de que el ADN esté replicado.
B. La cantidad de ADN replicado y la producción de cubiertas proteicas de la cápside.
C. El uso de la maquinaria del anfitrión para completar el proceso.


Virus animales

Los virus animales, a diferencia de los virus de plantas y bacterias, no tienen que penetrar una pared celular para acceder a la célula huésped. Los virus animales no envueltos o "desnudos" pueden ingresar a las células de dos maneras diferentes. A medida que una proteína de la cápside viral se une a su receptor en la célula huésped, el virus puede introducirse en la célula a través de una vesícula durante el proceso celular normal de endocitosis mediada por receptores. Un método alternativo de penetración celular utilizado por virus sin envoltura es que las proteínas de la cápside experimenten cambios de forma después de unirse al receptor, creando canales en la membrana de la célula huésped. A continuación, el genoma viral se "inyecta" en la célula huésped a través de estos canales de una manera análoga a la utilizada por muchos bacteriófagos. Los virus envueltos también tienen dos formas de ingresar a las células después de unirse a sus receptores: endocitosis mediada por receptores o fusión. Muchos virus con envoltura ingresan a la célula por endocitosis mediada por receptores de una manera similar a algunos virus sin envoltura. Por otro lado, la fusión solo ocurre con viriones envueltos. Estos virus, que incluyen al VIH entre otros, utilizan proteínas de fusión especiales en sus envolturas para hacer que la envoltura se fusione con la membrana plasmática de la célula, liberando así el genoma y la cápside del virus en el citoplasma celular.

Después de producir sus proteínas y copiar sus genomas, los virus animales completan el ensamblaje de nuevos viriones y salen de la célula. Como ya hemos comentado utilizando el ejemplo del VIH, los virus animales envueltos pueden brotar de la membrana celular a medida que se ensamblan, tomando una parte de la membrana plasmática de la célula en el proceso. Por otro lado, la progenie viral no envuelta, como los rinovirus, se acumula en las células infectadas hasta que hay una señal de lisis o apoptosis, y todos los viriones se liberan juntos.

Como aprenderá en el próximo módulo, los virus animales están asociados con una variedad de enfermedades humanas. Algunos de ellos siguen el patrón clásico de enfermedad aguda, donde los síntomas empeoran cada vez más durante un período corto, seguido de la eliminación del virus del cuerpo por parte del sistema inmunológico y la eventual recuperación de la infección. Ejemplos de enfermedades virales agudas son el resfriado común y la influenza. Otros virus causan a largo plazo infecciones crónicas, como el virus que causa la hepatitis C, mientras que otros, como el virus del herpes simple, solo causan intermitente síntomas. Aún otros virus, como los herpesvirus humanos 6 y 7, que en algunos casos pueden causar la enfermedad infantil menor de la roséola, a menudo causan infecciones productivas sin causar ningún síntoma en el huésped, y por lo tanto decimos que estos pacientes tienen una infección asintomática.

En las infecciones por hepatitis C, el virus crece y se reproduce en las células del hígado, provocando niveles bajos de daño hepático. El daño es tan bajo que las personas infectadas a menudo no se dan cuenta de que están infectadas, y muchas infecciones solo se detectan mediante análisis de sangre de rutina en pacientes con factores de riesgo como el uso de drogas por vía intravenosa. Por otro lado, dado que muchos de los síntomas de las enfermedades virales son causados ​​por respuestas inmunes, la ausencia de síntomas es una indicación de una respuesta inmunitaria débil al virus. Esto permite que el virus escape a la eliminación por parte del sistema inmunológico y persista en los individuos durante años, al tiempo que produce niveles bajos de viriones descendientes en lo que se conoce como enfermedad viral crónica. La infección crónica del hígado por este virus conduce a una probabilidad mucho mayor de desarrollar cáncer de hígado, a veces hasta 30 años después de la infección inicial.

Como ya se ha comentado, el virus del herpes simple puede permanecer en estado de latencia en el tejido nervioso durante meses, incluso años. A medida que el virus se "esconde" en el tejido y produce pocas proteínas virales, si es que las produce, no hay nada contra lo que pueda actuar la respuesta inmune y la inmunidad al virus disminuye lentamente. En determinadas condiciones, que incluyen varios tipos de estrés físico y psicológico, el virus del herpes simple latente puede reactivarse y sufrir un ciclo de replicación lítica en la piel, provocando las lesiones asociadas con la enfermedad. Una vez que se producen viriones en la piel y se sintetizan las proteínas virales, la respuesta inmune se estimula nuevamente y resuelve las lesiones cutáneas en pocos días destruyendo los virus en la piel. Como resultado de este tipo de ciclo replicativo, las apariciones de herpes labial y brotes de herpes genital solo ocurren de manera intermitente, aunque los virus permanecen en el tejido nervioso de por vida. Las infecciones latentes también son comunes con otros virus del herpes, incluido el virus varicela-zóster que causa la varicela. Después de tener una infección por varicela en la niñez, el virus varicela-zóster puede permanecer latente durante muchos años y reactivarse en adultos para causar la dolorosa condición conocida como “culebrilla” (Figura 4).

Figura 4. (a) Varicela-zóster, el virus que causa la varicela, tiene una cápside icosaédrica envuelta visible en esta micrografía electrónica de transmisión. Su genoma de ADN de doble hebra se incorpora al ADN del huésped y puede reactivarse después de la latencia en forma de (b) culebrilla, que a menudo presenta una erupción. (crédito a: modificación del trabajo del Dr. Erskine Palmer, B. G. Martin, CDC crédito b: modificación del trabajo de “rosmary” / datos de barra de escala de Flickr de Matt Russell)

Figura 5. VPH o virus del papiloma humano (crédito: modificación del trabajo del NCI, datos de barra de escala del NIH de Matt Russell)

Algunos virus que infectan a los animales, incluido el virus de la hepatitis C mencionado anteriormente, se conocen como virus oncogénicos: Tienen la capacidad de producir cáncer. Estos virus interfieren con la regulación normal del ciclo de la célula huésped ya sea introduciendo genes que estimulan el crecimiento celular no regulado (oncogenes) o interfiriendo con la expresión de genes que inhiben el crecimiento celular. Los virus oncogénicos pueden ser virus de ADN o de ARN.

Los cánceres que se sabe están asociados con infecciones virales incluyen el cáncer de cuello uterino causado por el virus del papiloma humano (VPH), el cáncer de hígado causado por el virus de la hepatitis B, la leucemia de células T y varios tipos de linfoma.

El VPH, o virus del papiloma humano (como se ve en la Figura 5), ​​tiene una cápside icosaédrica desnuda visible en esta micrografía electrónica de transmisión y un genoma de ADN bicatenario que se incorpora al ADN del hospedador. El virus, que se transmite sexualmente, es oncogénico y puede provocar cáncer de cuello uterino.

Enlace al aprendizaje

Visite las animaciones interactivas que muestran las distintas etapas de los ciclos de replicación de los virus animales y haga clic en los enlaces de animación flash.


Transducción especializada: mecanismo

En la transducción, el ADN se transfiere de una célula a otra a través de virus. La transferencia genética de genes del huésped por bacteriófagos se produce de dos formas: transducción generalizada y transducción especializada.

La transducción especializada ocurre solo en algunos fagos templados. Pero la transducción especializada es un mecanismo de transferencia de genes extremadamente eficiente.

En algunas ocasiones, el ADN de una región específica del cromosoma del huésped se integra directamente en el genoma del virus, por lo general reemplazando algunos genes virales. Las partículas de fagos transductores defectuosos resultantes (fagos templados) ahora tienen ADN bacteriano como parte del genoma.

Para comprender el proceso de transducción especializada, primero debe conocer el ciclo lítico de los bacteriófagos.

  1. Cuando una célula bacteriana es lisogenizada por un fago lambda, el genoma del fago se integra en el ADN del huésped en un sitio específico.
  2. El ADN viral se replica bajo el control del huésped
  3. En inducción: El ADN viral se separa del ADN del huésped mediante un proceso inverso al de la integración.
    1. Durante el evento normal: El ADN lambda se escinde como una unidad
    2. Durante el evento raro. El fago lambda escinde incorrectamente algunos de los genes bacterianos adyacentes también se escinden junto con el ADN del fago, mientras que parte del ADN del fago queda atrás. Estos fagos se denominan fagos lambda defectuosos.
    3. Cuando el lisado que contiene el fago lambda defectuoso se mezcla con una población bacteriana sensible, existen dos posibilidades
      1. El ADN bacteriano puede integrarse en el cromosoma del huésped durante la lisogenización y
      2. El ADN puede replicarse en los receptores como parte de una infección lítica.

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      Resultados y discusión

      Varios géneros de Esfingomonadales Haber mantenido establemente un profago específico

      Los genomas de al menos cien cepas de diversas especies de Sphingomonas han sido secuenciados. Aunque la mayoría de estas secuencias del genoma están incompletas, podrían usarse en análisis destinados a comprender la diversidad genómica del género. Sphingomonas hengshuiensis La cepa WHSC-8 es una bacteria pigmentada amarilla aislada del “suelo de la Reserva de Humedales del Lago Hengshui en la provincia de Hebei, norte de China” (Wei et al. 2015). El genoma de la cepa WHSC-8 se encuentra entre los pocos dentro Sphingomonas que ha sido completamente secuenciado y consta de un cromosoma (5.191.536 pb 66,7% GC) y un plásmido (36.853 pb 62,6% GC). PHASTER predijo un solo profago "intacto" dentro del cromosoma de la cepa WHSC-8 y asignó una "puntuación" de 150, lo que indicó que era poco probable que fuera un resultado falso positivo. La curación manual confirmó esta predicción y el locus (3.774.962-3.832.206 pb) se denominó Profago I WHSC-8 (57.245 pb 68,5% GC). Se anotaron / identificaron un total de 74 ORF dentro de Prophage I WHSC-8 y la mayoría de ellos codificaron proteínas hipotéticas. Aunque se predijo que 12 ORF de Prophage I WHSC-8 codificaban supuestas proteínas relacionadas con fagos basándose en la homología, las ORF que codificaban una integrasa de fagos estaban ausentes entre ellas. Esto no fue sorprendente ya que, según Casjens (2003), “aunque la mayoría de los fagos templados portan un gen de la integrasa, su presencia no es ni necesaria ni suficiente para probar la existencia de un profago”.

      El profago I WHSC-8 podría delimitarse aún más en tres regiones distintas. La Región I (18.383 pb 70,46% GC) contenía 22 ORF, incluidas las "características fundamentales", como los ORF que codifican proteínas portales y de la cápside del fago putativas. Los ortólogos más cercanos de 18 de estos ORF se encontraron en Sphingomonas sp. Raíz 241 (consulte la tabla complementaria S1, Material complementario en línea), que se aisló de la raíz de Arabidopsis thaliana (Bai et al. 2015). En particular, los ortólogos de muchos de estos ORF también se identificaron entre los genomas de varios géneros de familias. Sphingomonadaceae y Erythrobacteraceae. La Tabla 1 muestra las características de 29 genomas completos y tres borradores de Esfingomonadales que contenía un locus homólogo a la región I del profago I WHSC-8. De esta tabla, era evidente que los loci eran de diferentes tamaños, y eran los más pequeños en Novosphingobium pentaromativorans US6-1 y Porphyrobacter neustonensis DSM 9434 (cada uno contiene solo tres ORF). También fue evidente que el GC% de los loci varió ampliamente, con el más bajo (59,78%) en Altererythrobacter epoxidivorans CGMCC 1.7731, y el más alto (73.20%) en Taxi Sphingomonas ATCC 55669. Aunque no hubo una relación discernible entre los tamaños de los loci y su% de GC, en la mayoría de los casos el% de GC fue mayor que el del genoma del huésped. Además, muchos de estos loci homólogos delineados por genómica comparativa también fueron identificados por PHASTER como profagos con una "puntuación" similar a la de Prophage I WHSC-8. El lugar en Erythrobacter litoralis HTCC2594 se identificó previamente como un profago (Oh et al. 2009 Tonon et al. 2014).

      Comparación de profagos de cinco cepas bacterianas. En la parte superior se muestra un mapa de Prophage I WHSC-8 (coordenadas del genoma 3.774.962–3.832.206 pb) y contiene 74 ORF (representados por flechas). La región I consta de los primeros 22 ORFS, la región II consta de ORF 23-53 y la región III consta de ORF 54-74. El primer ORF (ompa TS85_16970) codifica una supuesta proteína A de la membrana externa. El vigésimo ORF (velocidad TS85_17065) codifica una espermidina sintasa putativa (flecha negra). El orden y la orientación de los ORF en los profagos ortólogos de Sphingomonas sp. Raíz 241 (coordenadas del genoma 501,740–517,840 pb en contig 2), Sphingomonas sp. PAMC 26617 (coordenadas del genoma 53,713–71,682 pb en contig 11), Taxi Sphingomonas ATCC 55669 (coordenadas del genoma 3,442,178-3,456,451 pb), y Sphingobium ummariense RL-3 (en contigs 46 y 81) se muestran debajo del mapa de Prophage I WHSC-8. Se rodean cuatro ORF (3, 4, 5 y 22) cuyas secuencias de proteínas se utilizaron para análisis filogenéticos en las figuras 3B y 4B.

      Comparación de profagos de cinco cepas bacterianas. En la parte superior se muestra un mapa de Prophage I WHSC-8 (coordenadas del genoma 3.774.962–3.832.206 pb) y contiene 74 ORF (representados por flechas). La región I consta de los primeros 22 ORFS, la región II consta de ORF 23-53 y la región III consta de ORF 54-74. El primer ORF (ompa TS85_16970) codifica una supuesta proteína A de la membrana externa. El vigésimo ORF (velocidad TS85_17065) codifica una espermidina sintasa putativa (flecha negra). El orden y la orientación de los ORF en los profagos ortólogos de Sphingomonas sp. Raíz 241 (coordenadas del genoma 501,740–517,840 pb en contig 2), Sphingomonas sp. PAMC 26617 (coordenadas del genoma 53,713–71,682 bp en contig 11), Taxi Sphingomonas ATCC 55669 (coordenadas del genoma 3,442,178-3,456,451 pb), y Sphingobium ummariense RL-3 (en contigs 46 y 81) se muestran debajo del mapa de Prophage I WHSC-8. Se rodean cuatro ORF (3, 4, 5 y 22) cuyas secuencias de proteínas se utilizaron para análisis filogenéticos en las figuras 3B y 4B.

      Los profagos que son similares entre diferentes bacterias son restos de un evento lisogénico en un genoma / huésped ancestral o integraciones independientes recientes del mismo bacteriófago (Bobay et al. 2013, 2014). Utilizando cuatro criterios estrictos, Bobay et al. (2014) identificaron elementos de profagos conservados entre quince cepas de Salmonella enterica que tenía ortólogos en dos cepas de Escherichia coli. Estos profagos ortólogos de la familia tipo P2 Myoviridae, aunque carecen de una integrasa, se encontró que estaban flanqueados por "genes centrales homólogos". Sin embargo, entre las bacterias relacionadas lejanamente, es poco probable que los profagos ortólogos estén flanqueados por los mismos genes debido a los reordenamientos cromosómicos y la mezcla de genes. En tales casos, el orden conservado y la orientación de los ORF podrían ser un mejor indicador de ascendencia común. Entre 27 genomas completos y tres en borrador de Esfingomonadales, se encontró que el orden y la orientación de los ORF dentro de los profagos se conservaban (datos no mostrados). Además, entre 17 genomas, el elemento profago se ubicó junto con un ORF que codifica una supuesta superóxido dismutasa (tabla 1).

      Debido a que los profagos ortólogos identificados por Bobay et al. (2014) eran de S. enterica y E. coli, mostraron una "gran afinidad por el repertorio de genes". Los análisis de las proteínas putativas codificadas por los 22 ORF de la región I de Prophage I WHSC-8 usando BLASTP indicaron que los ortólogos más cercanos (en Sphingomonas sp. La raíz 241 (véase la tabla complementaria S1, Material complementario en línea) tenía un rango de identidad del 49 al 88% (promedio del 71,5%). Los ortólogos más cercanos de estas proteínas fuera Sphingomonas tenía un rango de identidad del 41 al 80% (promedio del 60%). Los ortólogos más cercanos de las supuestas proteínas codificadas por los ORF de la región III de Prophage I WHSC-8 (en Sb. ummariense RL-3 (ver tabla complementaria S3, Material complementario en línea) tenía un rango de identidad de 30-72% (promedio 51%). Tomados en conjunto, estos resultados indican que los análisis de profagos ortólogos a nivel de géneros y / o familias pueden requerir que el "umbral" de parentesco se establezca en un valor que no sea & gt50%. Al comparar los profagos ortólogos de S. enterica y E. coli, Bobay y col. (2014) observaron que tales elementos generalmente “exhiben una diversidad genética que no excede en gran medida el contenido genético del profago ancestral”. Las comparaciones por pares revelaron que el repertorio de genes (42 ORF) de los profagos conservados identificados entre los genomas de Esfingomonadales era mucho más pequeño que el del contenido de genes de Prophage I WHSC-8 (74 ORF).

      Estos análisis indican que los elementos conservados representan una antigua integración de bacteriófagos templados, y este evento de transferencia horizontal es anterior a la especiación basada en la selección natural dentro del orden Esfingomonadales. La posibilidad de que estos elementos representen conversiones lisogénicas independientes de diferentes bacterias por el mismo bacteriófago de amplio rango de huéspedes es remota porque ocurren solo entre miembros de Esfingomonadales. Esta posibilidad se descarta además por el hecho de que las cepas hospedadoras tienen una amplia distribución en el espacio y el tiempo. La amplia variación en la longitud de los profagos ortólogos entre diferentes genomas sugiere que han estado sujetos a pérdidas de genes diferenciales y que algunos de ellos se han "estabilizado" en los genomas respectivos. La observación de que los profagos ortólogos difieren en su GC% sugiere que han residido dentro de sus anfitriones durante períodos de tiempo más largos y que la mayoría de ellos están evolucionando. en sintonía con sus respectivos cromosomas hospedadores. Debido a que el% de GC del profago fue mayor que el del cromosoma del huésped en la mayoría de los casos, es posible que los genes constituyentes estén bajo una selección similar, lo que puede ser necesario para mantener sus funciones. Se requieren más análisis para determinar si estos genes están bajo selección purificadora, como se demostró para los genes en los profagos ortólogos de S. enterica y E. coli (Bobay et al. 2014).

      La "estabilización" de los profagos en los genomas de sus huéspedes es un indicador de la "aptitud" conferida por los genes residuales de estos elementos y la evolución adaptativa. Debido a que los elementos de profago ortólogos entre los miembros de Esfingomonadales parecen mantenerse selectivamente, es posible que otorguen cierta aptitud. El hecho de que tal elemento estuviera ausente en los genomas completos de Sphingomonas wittichii (cepa RW1), Sphingomonas sanxanigenens (cepa DSM 19645), Sphingopyxis terrae (cepa NBRC 15098), Esfingopyxis sp. (cepa 113P3), Altererythrobacter ishigakiensis (cepa NBRC 107699), y Zymomonas mobilis (cepas ATCC 10988, ATCC 29191, ATCC 29192, NCIMB 11163, NRRL B-12526, CP4 y ZM4) apoya la hipótesis de pérdida diferencial de genes e implica que el elemento no es parte del "genoma central" del Esfingomonadales, ni es esencial para la función bacteriana.

      Los profagos ortólogos contienen un ORF que codifica una supuesta proteína enriquecida con prolina

      Entre los 22 ORF identificados dentro de la región I del profago I WHSC-8, el primero codificaba una supuesta proteína A de la membrana externa (TS85_16970, OmpA, 378 aa fig. 1). La genómica comparativa proporcionó varias ideas interesantes sobre este ORF. De los 32 genomas que se muestran en la tabla 1, 27 contenían una única copia de este ORF, que se produjo como el primer ORF del profago ortólogo en cada uno. Las supuestas proteínas codificadas por estos ORF variaron en su longitud (349 a 384 aa, promedio de 365 aa) e identidad (53 a 76%, promedio de 58%, utilizando TS85_16970 como secuencia de consulta). En el genoma de Altererythrobacter namhicola JCM 16345, había una sola copia de este ORF (A6F65_01235, 318 aa) que no formaba parte del profago ortólogo. En los genomas de P. neustonensis DSM 9434 y Croceicoccus naphthovorans PQ-2, había dos copias de este ORF (A9D12_03720 A9D12_12925 y AB433_03655 AB433_05665, respectivamente) y solo una de ellas ocurrió como el primer ORF del profago ortólogo en cada una (tabla 1). Sin embargo, en los genomas de Altererythrobacter atlanticus 26DY36 y Erythrobacter atlanticus s21-N3, había dos copias de este ORF (WYH_00683WYH_02434 y CP97_02815 CP97_06350, respectivamente) y ninguna de ellas era parte del profago ortólogo. Las dos copias identificadas en cada uno de estos cuatro genomas podrían representar un evento de duplicación de genes o una adquisición independiente. Además, al menos una copia de este ORF también estaba presente en los genomas de varios Esfingomonadales que estaban desprovistos de un profago ortodoxo (por ejemplo, Sm. sanxanigenens DSM 19645, NX02_04620, 356 aa). La aparición de este ORF en ausencia de un profago ortodoxo indica que es una reliquia de un profago antiguo o una adquisición independiente que puede haber sido mantenida selectivamente. Fuera del Esfingomonadales, los homólogos (∼35% de identidad) de TS85_16970 se encontraron solo en unas pocas bacterias, por ejemplo, en los géneros Magnetospirillum (A6A05_07025, MGR_1855 y H261_18647), Brevundimonas (ASC65_02295) y Scytonema (QH73_05930). Tomados en conjunto, estos resultados sugieren que el ORF que codifica OmpA putativo es una parte integral de los profagos ortodoxos en algunos Esfingomonadales, ya que es del pangenoma de la orden.

      Comparación de ortólogos de OmpA putativos de 33 cepas bacterianas (representadas por los números de etiqueta de locus mostrados en la tabla 1) por alineación de secuencia múltiple. Las secuencias de péptidos señal (primeros 21 aa, mostrados en el lado izquierdo) no pudieron identificarse en los ortólogos OmpA de cuatro cepas bacterianas (ELI_13950, AMC99_02724, AM2010_2068 y NX02_04620). Las regiones de engarce / bisagra ricas en prolina se muestran en el lado derecho. Los números en la parte superior indican el número total de prolina en cada columna. Los números entre paréntesis indican el número de prolina contiguas frente al número total de prolina en cada OmpA.

      Comparación de ortólogos de OmpA putativos de 33 cepas bacterianas (representadas por los números de etiqueta de locus mostrados en la tabla 1) por alineación de secuencia múltiple. Las secuencias de péptidos señal (primeros 21 aa, mostrados en el lado izquierdo) no pudieron identificarse en los ortólogos OmpA de cuatro cepas bacterianas (ELI_13950, AMC99_02724, AM2010_2068 y NX02_04620). Las regiones de engarce / bisagra ricas en prolina se muestran en el lado derecho. Los números en la parte superior indican el número total de prolina en cada columna. Los números entre paréntesis indican el número de prolina contiguas frente al número total de prolina en cada OmpA.

      La aparición de un ORF que codifica una supuesta proteína de la membrana externa entre los profagos ortólogos de Esfingomonadales No fue sorprendente porque se ha demostrado que muchos bacteriófagos (y profagos) asociados con bacterias Gram negativas portan ORF que codifican porinas (Highton et al. 1985 Zhao et al. 2011). Se especuló que estas proteínas pueden prevenir la superinfección reprimiendo la expresión de otros genes que codifican proteínas de la membrana externa que sirven como receptores de fagos (por ejemplo, OmpC), y también pueden facilitar la supervivencia de los fagos en "lisógenos inducidos" (Highton et al. 1985). También se propuso que estas proteínas "juegan un papel estructural en el ensamblaje de fagos" (Zhao et al. 2011). Además de servir como receptores de antibióticos, bacteriófagos y colicinas, las porinas de barril β transportan varias moléculas a través de la membrana externa (Petersen et al. 2007). Debido a que los ORF que codifican proteínas OmpA putativas se identificaron consistentemente entre los genomas de muchos Esfingomonadales, y estaban presentes incluso en profagos ortólogos que estaban muy truncados (por ejemplo, en N. pentaromativorans US6-1 y P. neustonensis DSM 9434), es probable que confieran cierta aptitud y, por lo tanto, se mantengan de forma selectiva. Su relevancia funcional dentro de los respectivos hospedadores queda por caracterizar.

      Seis profagos ortólogos contienen un ORF que codifica una espermidina sintasa putativa

      Entre los 22 ORF identificados dentro de la región I del profago I WHSC-8, el vigésimo codificaba una espermidina sintasa putativa (TS85_17065, SpeE, 227 aa fig. 1 y consulte la tabla complementaria S1, Material complementario en línea). Los análisis comparativos indicaron que los profagos ortólogos en el borrador de los genomas de Sphingomonas sp. Raíz 241 y Sphingomonas sp. PAMC 26617 contenía un ORF similar (fig. 1). Además, los profagos ortólogos en el borrador de los genomas de Sphingomonas sp. PAMC 26605 y 26621, así como el genoma completo de Sphingomonas panacis DCY99 también contenía un ORF que codificaba una supuesta SpeE (datos no mostrados). El borrador / genomas completos de otros 28 Esfingomonadales contenía un ORF similar, pero en cada uno de estos genomas el ORF se encontraba fuera del profago ortólogo (tabla 1). Las proteínas codificadas por estos ORF contenían ∼222 aa y su identidad era del 55 al 82% (promedio del 65%, utilizando TS85_17065 como secuencia de consulta). Los resultados anteriores apuntan a dos posibilidades evolutivas para la velocidad ORF entre Esfingomonadales 1) that it was once part of the orthologous prophage, but has been subsequently translocated to another part of the chromosome in many species/strains and 2) that it was part of the chromosome, but has been translocated into the orthologous prophage in the common ancestor of a few species/strains.

      Neither the presence of polyamines within bacteriophages nor the occurrence of genes involved in polyamine biosynthesis in their genomes is unusual ( Tabor and Tabor 1985 Shaw et al. 2010). However, the occurrence of such genes within prophages has not been reported hitherto. Therefore, the orthologous prophages from strains WHSC8, Root 241, PAMC 26605, PAMC 26617, PAMC 26621, and DCY99 are unusual in containing an ORF encoding a putative SpeE. Another feature of these and most other Sphingomonas strains is that their genomes either lacked an ORF (or contained a truncated/disrupted ORF) encoding a putative S-adenosylmethionine decarboxylase (SpeD). Consequently, these strains may not be able to produce spermidine and the speE ORFs within their genomes may be redundant. Indeed, chemotaxonomic studies of strains WHSC-8 and DCY99 have shown that they contain sym-homospermidine as the major polyamine ( Singh et al. 2015 Wei et al. 2015). The fact that the speE ORFs are selectively maintained within their respective hosts indicates that they may have an as yet unknown function. In view of these observations, and the prediction that genes encoding homospermidine synthases have spread from Alfaproteobacterias to other bacteria and viruses through horizontal gene transfer ( Shaw et al. 2010), it is possible that the ORFs encoding putative spermidine synthases were phage-borne.

      The Evolutionary Rates of Many Orthologous Prophages and Their Hosts Appear Similar

      (A) (TOP) Phylogenetic tree based on the proteomes of 19 bacterial strains of the order Sphingomonadales. The proteome of Escherichia coli strain K-12 substrain MG1655 (UniProt Proteome ID: UP000000625) was used as an outgroup. Except the outgroup, all other strains contained an orthologous prophage ( table 1). (B) (BOTTOM) Phylogenetic tree based on the protein sequences of four ORFs that were conserved in 19 orthologous prophages of the order Sphingomonadales. Homologous protein sequences from four bacteria (Alpha proteobacterium Q-1, GAK34242 Gemmatimonas aurantiaca T-27, BAH39687 Celeribacter halophilus, WP_066598903 Afipia sp. P52-10, ETR76025) were combined and used as an outgroup because a single species/strain that contained homologs of all four protein sequences could not be found. Both trees were constructed using the Neighbor-Joining method by the web server CVTree3. The top tree was visualized at K = 6 and the bottom tree was visualized at K = 4. In both trees, five distinct clades recognized based on species/strains represented within each are marked on the right side.

      (A) (TOP) Phylogenetic tree based on the proteomes of 19 bacterial strains of the order Sphingomonadales. The proteome of Escherichia coli strain K-12 substrain MG1655 (UniProt Proteome ID: UP000000625) was used as an outgroup. Except the outgroup, all other strains contained an orthologous prophage ( table 1). (B) (BOTTOM) Phylogenetic tree based on the protein sequences of four ORFs that were conserved in 19 orthologous prophages of the order Sphingomonadales. Homologous protein sequences from four bacteria (Alpha proteobacterium Q-1, GAK34242 Gemmatimonas aurantiaca T-27, BAH39687 Celeribacter halophilus, WP_066598903 Afipia sp. P52-10, ETR76025) were combined and used as an outgroup because a single species/strain that contained homologs of all four protein sequences could not be found. Both trees were constructed using the Neighbor-Joining method by the web server CVTree3. The top tree was visualized at K = 6 and the bottom tree was visualized at K = 4. In both trees, five distinct clades recognized based on species/strains represented within each are marked on the right side.

      (A) (TOP) Phylogenetic tree based on the 16S rDNA sequences (∼940 bp) of 19 bacterial strains of the order Sphingomonadales. The tree was rooted using the 16S rDNA sequence of Escherichia coli strain K-12 substrain MG1655 (GenBank locus tag AW869_04565) as the outgroup. Except the outgroup, all other strains contained an orthologous prophage ( table 1). (B) (BOTTOM) Phylogenetic tree based on the concatenated protein sequences (∼1,141 aa) of four ORFs that were conserved in 19 orthologous prophages of the order Sphingomonadales. Protein sequences were concatenated in the same order as their ORFs occurred in figure 1. The outgroup is similar to the one used in figure 3B. Both trees were constructed using the maximum likelihood method in MEGA 6.0. Bootstrap values of 1,000 replicates are indicated as numbers out of 100 at the nodes (only values >50 are shown). Scale bars show the number of nucleotide/aa substitutions per site.

      (A) (TOP) Phylogenetic tree based on the 16S rDNA sequences (∼940 bp) of 19 bacterial strains of the order Sphingomonadales. The tree was rooted using the 16S rDNA sequence of Escherichia coli strain K-12 substrain MG1655 (GenBank locus tag AW869_04565) as the outgroup. Except the outgroup, all other strains contained an orthologous prophage ( table 1). (B) (BOTTOM) Phylogenetic tree based on the concatenated protein sequences (∼1,141 aa) of four ORFs that were conserved in 19 orthologous prophages of the order Sphingomonadales. Protein sequences were concatenated in the same order as their ORFs occurred in figure 1. The outgroup is similar to the one used in figure 3B. Both trees were constructed using the maximum likelihood method in MEGA 6.0. Bootstrap values of 1,000 replicates are indicated as numbers out of 100 at the nodes (only values >50 are shown). Scale bars show the number of nucleotide/aa substitutions per site.

      While analyzing the prophages among S. enterica y E. coli, Bobay et al. (2014) proposed that the evolutionary rates of orthologous prophages would be similar to those of their hosts, and demonstrated that a phylogenetic tree based on phage-derived protein sequences mirrors that of their respective hosts. To test this hypothesis, a phylogenetic tree was constructed using the CVTree 3.0 tool by analyzing the protein sequences of four ORFs (TS85_16980, TS85_16985, TS85_16990, and TS85_17075 see supplementary table S1 , Supplementary Material online) of Prophage I WHSC-8 that were conserved in 18 other orthologous prophages. The topology of this tree ( fig. 3B) was similar to that of the proteome-based tree ( fig. 3A) the genera Sphingomonas y Esfingobio branched into sister lineages, and the genera Novosphingobium y Sphingorhabdus were placed closer to members of the Erythrobacteraceae. Furthermore, a maximum likelihood phylogenetic tree (with 1,000 bootstrap replicates) constructed using the concatenated protein sequences of the four ORFs was similar to the 16S rDNA-based tree and corroborated the inferences ( fig. 4B). The discrepancies in the placement of species/strains within the main branches among the different trees could be due to the number and types of characters analyzed as well as the methods of analyses. Taken together, the results from the two types of phylogenetic analyses (Neighbor-Joining and maximum likelihood) indicate that the orthologous prophages have resided within their hosts for longer periods of time, and that most of them are evolving in sync with their respective host chromosomes.


      Virulent Bacteriophages and the Lytic Cycle

      Viruses that kill their infected host cell are said to be virulent. The DNA in these type of viruses is reproduced through the lytic cycle. In this cycle, the bacteriophage attaches to the bacterial cell wall and injects its DNA into the host. The viral DNA replicates and directs the construction and assembly of more viral DNA and other viral parts. Once assembled, the newly produced viruses continue to increase in numbers and break open or lyse their host cell. Lysis results in the destruction of the host. The whole cycle can be completed in 20 - 30 minutes depending on a variety of factors such as temperature. Phage reproduction is much faster than typical bacterial reproduction, so entire colonies of bacteria can be destroyed very quickly. The lytic cycle is also common in animal viruses.


      Live cell dynamics of production, explosive release and killing activity of phage tail-like weapons for Pseudomonas kin exclusion

      Biología de las comunicaciones (2021)

      De Novo Sequencing Provides Insights Into the Pathogenicity of Foodborne Vibrio parahaemolyticus

      • Jianfei Liu
      • , Kewei Qin
      • , Chenglin Wu
      • , Kaifei Fu
      • , Xiaojie Yu
      • & Lijun Zhou

      Fronteras en microbiología celular y de infecciones (2021)

      The Human Gut Phageome: Origins and Roles in the Human Gut Microbiome

      • Eleanor M. Townsend
      • , Lucy Kelly
      • , George Muscatt
      • , Joshua D. Box
      • , Nicole Hargraves
      • , Daniel Lilley
      • & Eleanor Jameson

      Fronteras en microbiología celular y de infecciones (2021)

      Benzyl butyl phthalate activates prophage, threatening the stable operation of waste activated sludge anaerobic digestion

      • Xiang Tang
      • , Man Zhou
      • , Changzheng Fan
      • , Guangming Zeng
      • , Rui Gong
      • , Qiuxiang Xu
      • , Biao Song
      • , Zhaohui Yang
      • , Yang Yang
      • , Chengyun Zhou
      • , Xiaoya Ren
      • & Wenjun Wang

      Science of The Total Environment (2021)

      Modulation of OMV Production by the Lysis Module of the DLP12 Defective Prophage of Escherichia coli K12

      • Martina Pasqua
      • , Alessandro Zennaro
      • , Rita Trirocco
      • , Giulia Fanelli
      • , Gioacchino Micheli
      • , Milena Grossi
      • , Bianca Colonna
      • & Gianni Prosseda